【原理】
以醋酸纖維薄膜為支持物，用緩沖液潤濕后，將微量血清樣品點于膜上，再在電泳槽中進行電泳，可將血清蛋白分離成清蛋白、α1、α2、β、γ球蛋白五條區帶，將薄膜置于染色液中，使蛋白質固定并染色后，可看到清晰色帶，也可將色帶分別于堿溶液中進行定量測定，再計算血清中各種蛋白質的含量百分數。
在正常情況下，這些蛋白質各占一定的百分比，在某些病理情況下，某些蛋白質的含量可發生改變，例如：肝硬化患者，清蛋白顯著降低，γ-球蛋白可升高2~3倍；腎病綜合癥、慢性腎炎患者，清蛋白下降，α2-球蛋白、β-球蛋白升高。因此，血清蛋白電泳有一定的臨床意義。
【操作】
1．薄膜準備：將薄膜切成2×8cm（或2.5×7cm）的小片，在薄膜的無光澤面一端1.5cm處用鉛筆輕輕劃一橫線，表示點樣位置，將薄膜浸入巴比妥緩沖液中充分浸透（浸泡5~10分鐘或預先浸泡好，隨時取用）后取出，夾于濾紙中，吸去多余的溶液。
2．點樣：用血清加樣器于無光澤面點樣（微量吸管或玻片），沾取血清后垂直輕輕接觸加樣處，讓血清吸入膜內，再拿開加樣器。
3．平衡：待血清滲入薄膜，將薄膜無光澤面向下，兩端平貼在鋪有濾紙或紗布的電泳槽支持板上（加血清的一端貼在電泳槽陰極端）加蓋，靜置10分鐘，使薄膜中的液體獲得平衡。
4．電泳：
電壓：約110~140V（或相當于電場強度10V/cm）。
電流：0.4~0.6mA/cm寬
時間：45~60分鐘。
5．染色：電泳停止，關閉電源，將薄膜從電泳槽中取出，直接浸入氨基黑染色液中，染色3~5分鐘，從染色液中取出薄膜，浸入漂洗液中漂洗脫色數次，至薄膜背景完全無色為止，取出薄膜用濾紙吸干。
6．定量：將漂洗后的薄膜夾于濾紙中吸干，剪下各蛋白區帶，分別置于試管中，另于空白區剪一平均大小的薄膜放入空白管中，清蛋白管中加0.4MNaOH4mL,其余各加5mL，反復振搖使其充分洗脫，放30分鐘后比色（波長650nm），以空白管調光密度到0點，讀記各蛋白質的光密度值。
光密度總和（T）=2A α1 α2 β γ
A清蛋白%=（2A/T）×100%
α1球蛋白%=（α1/T）×100%
α2球蛋白%=（α2/T）×100%
β球蛋白%=（β/T）×100%
γ球蛋白%=（γ/T）×100%
7.透明保存：將染色漂洗后晾干的薄膜條浸入新鮮配制的透明液中經2~3分鐘，貼在玻璃板上，干后即成透明薄膜，可保存或用吸光度計直接測定各區帶的吸光度。
注：容易產生的幾種現象
1．電泳圖譜不齊：點樣時血清滴加不勻。
2．電泳圖譜出現條痕：點樣后薄膜過干，或由于電泳槽密閉性不良，或電流過大造成水分蒸發，薄膜干燥。3．分離不良：樣品滴加過多。
4．區帶拖尾：緩沖液離子強度小于0.05。
5．區帶過于緊密：緩沖液離子強度大于0.075。
6．染色后清蛋白中間色線：染色時間不足，或清蛋白含量過高，此時可減少檢樣用量或延長染色時間。
7．球蛋白向反方向移動，系電滲現象，可升高點樣中緩沖液液面高度，或適當加大電流量克服之。
8．透明時若膜不干或透明液中醋酸含量不足，膜即發白，不能完全透明；若透明液中醋酸含量過高，或室溫過高，可使膜溶解，此時可酌情減少醋酸含量。
【試劑】
1．巴比妥緩沖液（pH8.6，離子強度0.06）：稱取巴比妥鈉12.76g及巴比妥1.60g，用蒸餾水加熱溶解后，再加水至1000mL。
2．染色液：氨基黑10B0.5g，溶于50mL甲醇中，再加入冰醋酸10mL及水40mL。
3．漂洗液：用95%酒精45mL，加冰醋酸5mL及蒸餾水50mL，混合即成。
4．洗脫液：0.4MNaOH。
5．透明液：按3：7比例混合的冰醋酸—無水乙醇溶液需新鮮配制。